脑缺血再灌注损伤动物模型的制作方法
阅读：373发布：2020-05-14
专利汇可以提供脑缺血再灌注损伤动物模型的制作方法专利检索，专利查询，专利分析的服务。并且本 发明 公开了一种脑缺血 再灌注 损伤动物模型的制作方法，提供了一种模型稳定且可重复性强，方法简单易控的脑缺血再灌注损伤动物模型的制作方法，本发明的方法同时可定量分析一种 治疗 脑栓塞方法的疗效和安全性，便于统计学处理，还可用于做病理形态学对比和分子 生物 学研究，本发明的方法是通过结扎动物颈总动脉，向颈内动脉注射入血栓，先造成动物不同程度的脑缺血损伤，然后重新开放颈总动脉，造成缺血后再灌注损伤，从而造成动物脑栓塞。，下面是脑缺血再灌注损伤动物模型的制作方法专利的具体信息内容。
1.一种脑缺血再灌注损伤动物模型的制作方法，其特征在于通过结扎动物颈总动脉，向颈内动脉注射入血栓，先造成动物不同程度的脑缺血损伤，然后重新开放颈总动脉，造成缺血后再灌注损伤，从而造成动物脑栓塞；其主要步骤如下：(1)麻醉动物和颈动脉手术将动物麻醉，手术暴露右侧颈总动脉与颈内外动脉的分叉，用一塑料软管结扎颈外动脉，将一注满肝素盐水的导管向向心端插入颈外动脉并固定，缝合皮肤，将导管口留在皮外，动物苏醒三小时后可用于栓塞；(2)制备血栓从正常动物动脉抽取新鲜血放在玻璃试管中，37℃条件下水浴2小时，将凝血块移入重量百分比为0.1％牛血清白蛋白的磷酸缓冲盐水中，用搅拌器将凝血栓打碎，悬液分别通过滤网，最后将网上遗留的血栓用重量百分比为0.1％牛血清白蛋白的磷酸缓冲盐水液冲下，称重，制成悬液，加入放射性标记的微量元素；(3)注射血栓造成脑栓塞用一次性注射器抽取两个等量1mL的血栓悬液，一个注射入步骤(1)中手术苏醒三小时后留在动物颈外动脉的导管内，另一个留着用于秤重和测量总放射性；(4)麻醉动物，再开放颈动脉和脑内血流将动物再次麻醉，取走颈外动脉上的软管，使颈内动脉血流通畅；(5)行为学评分观察动物行为变化，通常动物会出现眼球震颤、公济失调、运动障碍、昏迷或死亡等一系列神经功能损害的表现，按照表现不同，分为正常组和不正常组；(6)血栓定量将动物处死，取出脑组织，测定放射性，该放射性与1mL血栓悬液总放射性的分数与栓塞量的乘积即为该动物实际被注射的血栓量。
2.根据权利要求1所述的脑缺血再灌注损伤动物模型的制作方法，其特征在于所述的动物为白免。
脑缺血再灌注损伤动物模型的制作方法
技术领域
背景技术
脑缺血和脑梗塞是目前全世界人类的第三大致死病，并有逐年增加的趋势。而对于该病的治疗方法却寥寥无几。当今仅有组织性凝血酶原激活物(tissue plasminogen activator，tPA)被美国食物与药物检验局(Foodand Drug Administration，FDA)通过用于临床。因此迫切需要理想的动物模型来用于开发研究具有抗凝、溶栓和脑保护作用的药物来治疗脑梗塞。
脑栓塞缺血模型在20年前由美国加利福尼亚州大学圣地亚哥分校神经科实验室开始用于研究。该模型是迄今为止唯一能在临床试验中得以验证的动物模型，包括组织性凝血酶原激活物(tissue plasminogen activator，tPA)。经过多年来对该模型的研究与改进，它已经被神经科学界广泛引用。可以说，目前任何脑梗塞治疗药物如果能在该模型上显示神经保护功能，将会成为其得以进一步研究的必须。而脑缺血再灌注损伤动物模型是在脑梗塞模型基础上改进的，该模型的脑损伤在单纯脑缺血梗死基础上增加了血流再灌注，脑栓塞后脑出血发生率明显增加，脑组织中氧自由基和其他炎症因子水平增加。这些将成为开发新的改善再灌注损伤的药物的有力工具，也为研究脑缺血损伤和脑出血的病理机制提供了一个很好的模型。可以做定量和定性分析，目前还没有脑栓塞后再灌注损伤动物模型的报道。
脑栓塞缺血模型在20年前由美国加利福尼亚州大学圣地亚哥分校神经科实验室开始用于研究。该模型是迄今为止唯一能在临床试验中得以验证的动物模型，包括组织性凝血酶原激活物(tissue plasminogen activator，tPA)。经过多年来对该模型的研究与改进，它已经被神经科学界广泛引用。可以说，目前任何脑梗塞治疗药物如果能在该模型上显示神经保护功能，将会成为其得以进一步研究的必须。而脑缺血再灌注损伤动物模型是在脑梗塞模型基础上改进的，该模型的脑损伤在单纯脑缺血梗死基础上增加了血流再灌注，脑栓塞后脑出血发生率明显增加，脑组织中氧自由基和其他炎症因子水平增加。这些将成为开发新的改善再灌注损伤的药物的有力工具，也为研究脑缺血损伤和脑出血的病理机制提供了一个很好的模型。可以做定量和定性分析，目前还没有脑栓塞后再灌注损伤动物模型的报道。
发明内容
本发明解决了现有技术中没有脑缺血再灌注损伤动物模型制作方法的问题，提供了一种了脑缺血再灌注损伤动物模型的制作方法。
本发明的技术方案如下：脑缺血再灌注损伤动物模型的制作方法，该方法通过结扎动物颈总动脉，向颈内动脉注射入血栓，先造成动物不同程度的脑缺血损伤，然后重新开放颈总动脉，造成缺血后再灌注损伤，从而造成动物脑栓塞；其主要步骤如下：(1)麻醉动物和颈动脉手术将动物麻醉，手术暴露右侧颈总动脉与颈内外动脉的分叉，用一塑料软管结扎颈外动脉，将一注满肝素盐水的导管向向心端插入颈外动脉并固定，缝合皮肤，将导管口留在皮外，动物苏醒三小时后可用于栓塞；(2)制备血栓从正常动物动脉抽取新鲜血放在玻璃试管中，37℃条件下水浴2小时，将凝血块移入重量百分比为0.1％牛血清白蛋白的磷酸缓冲盐水，用搅拌器将凝血栓打碎，悬液分别通过滤网，最后将网上遗留的血栓用重量百分比为0.1％牛血清白蛋白的磷酸缓冲盐水液冲下，称重，制成悬液，加入放射性标记的微量元素；(3)注射血栓造成脑栓塞用一次性注射器抽取两个等量1mL的血栓悬液，一个注射入步骤(1)中手术苏醒三小时后留在动物颈外动脉的导管内，另一个留着用于秤重和测量总放射性；(4)麻醉动物，再开放颈动脉和脑内血流将动物再次麻醉，取走颈外动脉上的软管，使颈内动脉血流通畅；(5)行为学评分观察动物行为变化，通常动物会出现眼球震颤、公济失调、运动障碍、昏迷或死亡等一系列神经功能损害的表现，按照表现不同，分为正常组和不正常组；(6)血栓定量将动物处死，取出脑组织，测定放射性，该放射性与1mL血栓悬液总放射性的分数与栓塞量的乘积即为该动物实际被注射的血栓量。
所述的动物为白免。
本发明的有益效果是：本发明的脑缺血再灌注损伤动物模型的制作方法可用于评估脑栓塞治疗药物以及研究脑梗塞后脑损伤机理，脑栓塞后脑出血发生率明显增加，脑组织中氧自由基和其他炎症因子水平增加；该模型稳定且可重复性强，方法简单易控，同时可定量分析一种治疗脑栓塞方法的疗效和安全性，便于统计学处理，还可做病理形态学对比和分子生物学研究。
本发明的技术方案如下：脑缺血再灌注损伤动物模型的制作方法，该方法通过结扎动物颈总动脉，向颈内动脉注射入血栓，先造成动物不同程度的脑缺血损伤，然后重新开放颈总动脉，造成缺血后再灌注损伤，从而造成动物脑栓塞；其主要步骤如下：(1)麻醉动物和颈动脉手术将动物麻醉，手术暴露右侧颈总动脉与颈内外动脉的分叉，用一塑料软管结扎颈外动脉，将一注满肝素盐水的导管向向心端插入颈外动脉并固定，缝合皮肤，将导管口留在皮外，动物苏醒三小时后可用于栓塞；(2)制备血栓从正常动物动脉抽取新鲜血放在玻璃试管中，37℃条件下水浴2小时，将凝血块移入重量百分比为0.1％牛血清白蛋白的磷酸缓冲盐水，用搅拌器将凝血栓打碎，悬液分别通过滤网，最后将网上遗留的血栓用重量百分比为0.1％牛血清白蛋白的磷酸缓冲盐水液冲下，称重，制成悬液，加入放射性标记的微量元素；(3)注射血栓造成脑栓塞用一次性注射器抽取两个等量1mL的血栓悬液，一个注射入步骤(1)中手术苏醒三小时后留在动物颈外动脉的导管内，另一个留着用于秤重和测量总放射性；(4)麻醉动物，再开放颈动脉和脑内血流将动物再次麻醉，取走颈外动脉上的软管，使颈内动脉血流通畅；(5)行为学评分观察动物行为变化，通常动物会出现眼球震颤、公济失调、运动障碍、昏迷或死亡等一系列神经功能损害的表现，按照表现不同，分为正常组和不正常组；(6)血栓定量将动物处死，取出脑组织，测定放射性，该放射性与1mL血栓悬液总放射性的分数与栓塞量的乘积即为该动物实际被注射的血栓量。
所述的动物为白免。
本发明的有益效果是：本发明的脑缺血再灌注损伤动物模型的制作方法可用于评估脑栓塞治疗药物以及研究脑梗塞后脑损伤机理，脑栓塞后脑出血发生率明显增加，脑组织中氧自由基和其他炎症因子水平增加；该模型稳定且可重复性强，方法简单易控，同时可定量分析一种治疗脑栓塞方法的疗效和安全性，便于统计学处理，还可做病理形态学对比和分子生物学研究。
具体实施方式
实施例1(1)麻醉动物和颈动脉手术将正常大白兔麻醉，手术暴露右侧颈总动脉与颈内外动脉的分叉，用一塑料软管结扎颈外动脉，将一注满肝素盐水的导管向向心端插入颈外动脉并固定，缝合皮肤，将导管口留在皮外，大白兔苏醒三小时后可用于栓塞；(2)制备血栓从正常大白兔动脉抽取15mL新鲜血放在玻璃试管中，37℃条件下水浴2小时，将凝血块移入重量百分比为0.1％牛血清白蛋白(Bovine SerumAlbumin，BSA)的磷酸缓冲盐水(Phosphate Buffer Saline，PBS)中，用搅拌器将凝血栓打碎，悬液分别通过滤网，最后将网上遗留的血栓用0.1％BSA的PBS液冲下，称重，制成5mg/mL的悬液，加入放射性标记的微量元素；(3)注射血栓造成脑栓塞用一次性注射器抽取两个等量1mL的血栓悬液，一个注射入步骤(1)中手术苏醒三小时后留在大白兔颈外动脉的导管内，另一个留着用于秤重和测量总放射性；(4)麻醉动物，再开放颈动脉和脑内血流将大白兔再次麻醉，取走颈外动脉上的软管，使颈内动脉血流通畅；(5)行为学评分观察大白兔行为变化，栓塞后即刻出现共济失调、眼球震颤、惊厥；(6)血栓定量将大白兔处死，取出脑组织，测定放射性，该放射性与1mL血栓悬液总放射性的分数与栓塞量的乘积即为该大白兔实际被注射的血栓量，结果：注射入脑内的血栓量数值为2.0mg。
实施例2(1)麻醉动物和颈动脉手术将正常大白兔麻醉，手术暴露右侧颈总动脉与颈内外动脉的分叉，用一塑料软管结扎颈外动脉，将一注满肝素盐水的导管向向心端插入颈外动脉并固定，缝合皮肤，将导管口留在皮外，大白兔苏醒三小时后可用于栓塞；(2)制备血栓从正常大白兔动脉抽取15mL新鲜血放在玻璃试管中，37℃条件下水浴2小时，将凝血块移入重量百分比为0.1％牛血清白蛋白(Bovine SerumAlbumin，BSA)的磷酸缓冲盐水(Phosphate Buffer Saline，PBS)中，用搅拌器将凝血栓打碎，悬液分别通过滤网，最后将网上遗留的血栓用0.1％BSA的PBS液冲下，称重，制成7mg/mL的悬液，加入放射性标记的微量元素；(3)注射血栓造成脑栓塞用一次性注射器抽取两个等量1mL的血栓悬液，一个注射入步骤(1)中手术苏醒三小时后留在大白兔颈外动脉的导管内，另一个留着用于秤重和测量总放射性；(4)麻醉动物，再开放颈动脉和脑内血流将大白兔再次麻醉，取走颈外动脉上的软管，使颈内动脉血流通畅；(5)行为学评分观察大白兔行为变化，栓塞后即刻出现昏迷、惊厥，18小时后昏迷、死亡；(6)血栓定量将大白兔处死，取出脑组织，测定放射性，该放射性与1mL血栓悬液总放射性的分数与栓塞量的乘积即为该大白兔实际被注射的血栓量，结果：注射入脑内的血栓量数值为3.6mg。
实施例3(1)麻醉动物和颈动脉手术将正常大白兔麻醉，手术暴露右侧颈总动脉与颈内外动脉的分叉，用一塑料软管结扎颈外动脉，将一注满肝素盐水的导管向向心端插入颈外动脉并固定，缝合皮肤，将导管口留在皮外，大白兔苏醒三小时后可用于栓塞；(2)制备血栓从正常大白兔动脉抽取12mL新鲜血放在玻璃试管中，37℃条件下水浴2小时，将凝血块移入重量百分比为0.1％牛血清白蛋白(Bovine SerumAlbumin，BSA)的磷酸缓冲盐水(Phosphate Buffer Saline，PBS)中，用搅拌器将凝血栓打碎，悬液分别通过滤网，最后将网上遗留的血栓用0.1％BSA的PBS液冲下，称重，制成6.5mg/mL的悬液，加入放射性标记的微量元素；(3)注射血栓造成脑栓塞用一次性注射器抽取两个等量1mL的血栓悬液，一个注射入步骤(1)中手术苏醒三小时后留在大白兔颈外动脉的导管内，另一个留着用于秤重和测量总放射性；(4)麻醉动物，再开放颈动脉和脑内血流将大白兔再次麻醉，取走颈外动脉上的软管，使颈内动脉血流通畅；(5)行为学评分观察大白兔行为变化，栓塞后即出现共济失调、眼球震颤、惊厥；(6)血栓定量将大白兔处死，取出脑组织，测定放射性，该放射性与1mL血栓悬液总放射性的分数与栓塞量的乘积即为该大白兔实际被注射的血栓量，结果：注射入脑内的血栓量为2.1mg。
实施例4(1)麻醉动物和颈动脉手术将正常大白兔麻醉，手术暴露右侧颈总动脉与颈内外动脉的分叉，用一塑料软管结扎颈外动脉，将一注满肝素盐水的导管向向心端插入颈外动脉并固定，缝合皮肤，将导管口留在皮外，大白兔苏醒三小时后可用于栓塞；(2)制备血栓从正常大白兔动脉抽取10mL新鲜血放在玻璃试管中，37℃条件下水浴2小时，将凝血块移入重量百分比为0.1％牛血清白蛋白(Bovine SerumAlbumin，BSA)的磷酸缓冲盐水(Phosphate Buffer Saline，PBS)中，用搅拌器将凝血栓打碎，悬液分别通过滤网，最后将网上遗留的血栓用0.1％BSA的PBS液冲下，称重，制成7mg/mL的悬液，加入放射性标记的微量元素；(3)注射血栓造成脑栓塞用一次性注射器抽取两个等量1mL的血栓悬液，一个注射入步骤(1)中手术苏醒三小时后留在大白兔颈外动脉的导管内，另一个留着用于秤重和测量总放射性；(4)麻醉动物，再开放颈动脉和脑内血流将大白兔再次麻醉，取走颈外动脉上的软管，使颈内动脉血流通畅；(5)行为学评分观察大白兔行为变化，栓塞后白兔即出现惊厥、瘫痪、昏迷；(6)血栓定量将大白兔处死，取出脑组织，测定放射性，该放射性与1mL血栓悬液总放射性的分数与栓塞量的乘积即为该动物实际被注射的血栓量，结果：注射入脑内的血栓量为3.01mg。
实施例5(1)麻醉动物和颈动脉手术将正常大鼠麻醉，手术暴露右侧颈总动脉与颈内外动脉的分叉，用一塑料软管结扎颈外动脉，将一注满肝素盐水的导管向向心端插入颈外动脉并固定，缝合皮肤，将导管口留在皮外，大鼠苏醒三小时后可用于栓塞；(2)制备血栓从正常大鼠动脉抽取4mL新鲜血放在玻璃试管中，37℃条件下水浴2小时，将凝血块移入重量百分比为0.1％牛血清白蛋白(Bovine SerumAlbumin，BSA)的磷酸缓冲盐水(Phosphate Buffer Saline，PBS)中，用搅拌器将凝血栓打碎，悬液分别通过滤网，最后将网上遗留的血栓用0.1％BSA的PBS液冲下，称重，制成3mg/mL的悬液，加入放射性标记的微量元素；(3)注射血栓造成脑栓塞用一次性注射器抽取两个等量1mL的血栓悬液，一个注射入步骤(1)中手术苏醒三小时后留在大鼠颈外动脉的导管内，另一个留着用于秤重和测量总放射性；(4)麻醉动物，再开放颈动脉和脑内血流将大鼠再次麻醉，取走颈外动脉上的软管，使颈内动脉血流通畅；(5)行为学评分观察大鼠行为变化，大鼠出现共济失调、瘫痪；(6)血栓定量将大鼠处死，取出脑组织，测定放射性，该放射性与1mL血栓悬液总放射性的分数与栓塞量的乘积即为该动物实际被注射的血栓量，结果：注射入脑内的血栓量为1.5mg。
实施例6(1)麻醉动物和颈动脉手术将正常豚鼠麻醉，手术暴露右侧颈总动脉与颈内外动脉的分叉，用一塑料软管结扎颈外动脉，将一注满肝素盐水的导管向向心端插入颈外动脉并固定，缝合皮肤，将导管口留在皮外，豚鼠苏醒三小时后可用于栓塞；(2)制备血栓从正常豚鼠动脉抽取4mL新鲜血放在玻璃试管中，37℃条件下水浴2小时，将凝血块移入重量百分比为0.1％牛血清白蛋白(Bovine SerumAlbumin，BSA)的磷酸缓冲盐水(Phosphate Buffer Saline，PBS)中，用搅拌器将凝血栓打碎，悬液分别通过滤网，最后将网上遗留的血栓用0.1％BSA的PBS液冲下，称重，制成2mg/mL的悬液，加入放射性标记的微量元素；(3)注射血栓造成脑栓塞用一次性注射器抽取两个等量1mL的血栓悬液，一个注射入步骤(1)中手术苏醒三小时后留在豚鼠颈外动脉的导管内，另一个留着用于秤重和测量总放射性；(4)麻醉动物，再开放颈动脉和脑内血流将豚鼠再次麻醉，取走颈外动脉上的软管，使颈内动脉血流通畅；(5)行为学评分观察豚鼠行为变化，豚鼠出现共济失调、瘫痪、惊厥；(6)血栓定量将豚鼠处死，取出脑组织，测定放射性，该放射性与1mL血栓悬液总放射性的分数与栓塞量的乘积即为该动物实际被注射的血栓量，结果：注射入脑内的血栓量为1.2mg。
实施例2(1)麻醉动物和颈动脉手术将正常大白兔麻醉，手术暴露右侧颈总动脉与颈内外动脉的分叉，用一塑料软管结扎颈外动脉，将一注满肝素盐水的导管向向心端插入颈外动脉并固定，缝合皮肤，将导管口留在皮外，大白兔苏醒三小时后可用于栓塞；(2)制备血栓从正常大白兔动脉抽取15mL新鲜血放在玻璃试管中，37℃条件下水浴2小时，将凝血块移入重量百分比为0.1％牛血清白蛋白(Bovine SerumAlbumin，BSA)的磷酸缓冲盐水(Phosphate Buffer Saline，PBS)中，用搅拌器将凝血栓打碎，悬液分别通过滤网，最后将网上遗留的血栓用0.1％BSA的PBS液冲下，称重，制成7mg/mL的悬液，加入放射性标记的微量元素；(3)注射血栓造成脑栓塞用一次性注射器抽取两个等量1mL的血栓悬液，一个注射入步骤(1)中手术苏醒三小时后留在大白兔颈外动脉的导管内，另一个留着用于秤重和测量总放射性；(4)麻醉动物，再开放颈动脉和脑内血流将大白兔再次麻醉，取走颈外动脉上的软管，使颈内动脉血流通畅；(5)行为学评分观察大白兔行为变化，栓塞后即刻出现昏迷、惊厥，18小时后昏迷、死亡；(6)血栓定量将大白兔处死，取出脑组织，测定放射性，该放射性与1mL血栓悬液总放射性的分数与栓塞量的乘积即为该大白兔实际被注射的血栓量，结果：注射入脑内的血栓量数值为3.6mg。
实施例3(1)麻醉动物和颈动脉手术将正常大白兔麻醉，手术暴露右侧颈总动脉与颈内外动脉的分叉，用一塑料软管结扎颈外动脉，将一注满肝素盐水的导管向向心端插入颈外动脉并固定，缝合皮肤，将导管口留在皮外，大白兔苏醒三小时后可用于栓塞；(2)制备血栓从正常大白兔动脉抽取12mL新鲜血放在玻璃试管中，37℃条件下水浴2小时，将凝血块移入重量百分比为0.1％牛血清白蛋白(Bovine SerumAlbumin，BSA)的磷酸缓冲盐水(Phosphate Buffer Saline，PBS)中，用搅拌器将凝血栓打碎，悬液分别通过滤网，最后将网上遗留的血栓用0.1％BSA的PBS液冲下，称重，制成6.5mg/mL的悬液，加入放射性标记的微量元素；(3)注射血栓造成脑栓塞用一次性注射器抽取两个等量1mL的血栓悬液，一个注射入步骤(1)中手术苏醒三小时后留在大白兔颈外动脉的导管内，另一个留着用于秤重和测量总放射性；(4)麻醉动物，再开放颈动脉和脑内血流将大白兔再次麻醉，取走颈外动脉上的软管，使颈内动脉血流通畅；(5)行为学评分观察大白兔行为变化，栓塞后即出现共济失调、眼球震颤、惊厥；(6)血栓定量将大白兔处死，取出脑组织，测定放射性，该放射性与1mL血栓悬液总放射性的分数与栓塞量的乘积即为该大白兔实际被注射的血栓量，结果：注射入脑内的血栓量为2.1mg。
实施例4(1)麻醉动物和颈动脉手术将正常大白兔麻醉，手术暴露右侧颈总动脉与颈内外动脉的分叉，用一塑料软管结扎颈外动脉，将一注满肝素盐水的导管向向心端插入颈外动脉并固定，缝合皮肤，将导管口留在皮外，大白兔苏醒三小时后可用于栓塞；(2)制备血栓从正常大白兔动脉抽取10mL新鲜血放在玻璃试管中，37℃条件下水浴2小时，将凝血块移入重量百分比为0.1％牛血清白蛋白(Bovine SerumAlbumin，BSA)的磷酸缓冲盐水(Phosphate Buffer Saline，PBS)中，用搅拌器将凝血栓打碎，悬液分别通过滤网，最后将网上遗留的血栓用0.1％BSA的PBS液冲下，称重，制成7mg/mL的悬液，加入放射性标记的微量元素；(3)注射血栓造成脑栓塞用一次性注射器抽取两个等量1mL的血栓悬液，一个注射入步骤(1)中手术苏醒三小时后留在大白兔颈外动脉的导管内，另一个留着用于秤重和测量总放射性；(4)麻醉动物，再开放颈动脉和脑内血流将大白兔再次麻醉，取走颈外动脉上的软管，使颈内动脉血流通畅；(5)行为学评分观察大白兔行为变化，栓塞后白兔即出现惊厥、瘫痪、昏迷；(6)血栓定量将大白兔处死，取出脑组织，测定放射性，该放射性与1mL血栓悬液总放射性的分数与栓塞量的乘积即为该动物实际被注射的血栓量，结果：注射入脑内的血栓量为3.01mg。
实施例5(1)麻醉动物和颈动脉手术将正常大鼠麻醉，手术暴露右侧颈总动脉与颈内外动脉的分叉，用一塑料软管结扎颈外动脉，将一注满肝素盐水的导管向向心端插入颈外动脉并固定，缝合皮肤，将导管口留在皮外，大鼠苏醒三小时后可用于栓塞；(2)制备血栓从正常大鼠动脉抽取4mL新鲜血放在玻璃试管中，37℃条件下水浴2小时，将凝血块移入重量百分比为0.1％牛血清白蛋白(Bovine SerumAlbumin，BSA)的磷酸缓冲盐水(Phosphate Buffer Saline，PBS)中，用搅拌器将凝血栓打碎，悬液分别通过滤网，最后将网上遗留的血栓用0.1％BSA的PBS液冲下，称重，制成3mg/mL的悬液，加入放射性标记的微量元素；(3)注射血栓造成脑栓塞用一次性注射器抽取两个等量1mL的血栓悬液，一个注射入步骤(1)中手术苏醒三小时后留在大鼠颈外动脉的导管内，另一个留着用于秤重和测量总放射性；(4)麻醉动物，再开放颈动脉和脑内血流将大鼠再次麻醉，取走颈外动脉上的软管，使颈内动脉血流通畅；(5)行为学评分观察大鼠行为变化，大鼠出现共济失调、瘫痪；(6)血栓定量将大鼠处死，取出脑组织，测定放射性，该放射性与1mL血栓悬液总放射性的分数与栓塞量的乘积即为该动物实际被注射的血栓量，结果：注射入脑内的血栓量为1.5mg。
实施例6(1)麻醉动物和颈动脉手术将正常豚鼠麻醉，手术暴露右侧颈总动脉与颈内外动脉的分叉，用一塑料软管结扎颈外动脉，将一注满肝素盐水的导管向向心端插入颈外动脉并固定，缝合皮肤，将导管口留在皮外，豚鼠苏醒三小时后可用于栓塞；(2)制备血栓从正常豚鼠动脉抽取4mL新鲜血放在玻璃试管中，37℃条件下水浴2小时，将凝血块移入重量百分比为0.1％牛血清白蛋白(Bovine SerumAlbumin，BSA)的磷酸缓冲盐水(Phosphate Buffer Saline，PBS)中，用搅拌器将凝血栓打碎，悬液分别通过滤网，最后将网上遗留的血栓用0.1％BSA的PBS液冲下，称重，制成2mg/mL的悬液，加入放射性标记的微量元素；(3)注射血栓造成脑栓塞用一次性注射器抽取两个等量1mL的血栓悬液，一个注射入步骤(1)中手术苏醒三小时后留在豚鼠颈外动脉的导管内，另一个留着用于秤重和测量总放射性；(4)麻醉动物，再开放颈动脉和脑内血流将豚鼠再次麻醉，取走颈外动脉上的软管，使颈内动脉血流通畅；(5)行为学评分观察豚鼠行为变化，豚鼠出现共济失调、瘫痪、惊厥；(6)血栓定量将豚鼠处死，取出脑组织，测定放射性，该放射性与1mL血栓悬液总放射性的分数与栓塞量的乘积即为该动物实际被注射的血栓量，结果：注射入脑内的血栓量为1.2mg。
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