VERFAHREN UND VORRICHTUNG ZUR REPROGRAMMIERUNG VON LEBENDEN ZELLEN

Die Erfindung betrifft ein Verfahren und eine Vorrichtung zur Reprogrammierung von lebenden Zellen, insbesondere zur virenfreien Reprogrammierung von adulten und embryonalen Stammzellen, iPS-Zellen sowie bereits differenzierten Zellen.

Der medizinische Einsatz von humanen adulten und embryonalen Stammzellen ist mit einer Reihe von Problemen verbunden. Adulte Stammzellen sind schwierig zu isolieren, verfügen oft nur über die Möglichkeit, in spezifische Gewebezellen zu differenzieren (multipotente Zellen), und sind bei der Entnahme vom Patienten oftmals geschädigt.

Embryonale humane Stammzellen sind dagegen pluripotent. Sie können sich in jeden Zelltyp differenzieren und können sich unter Beibehaltung der Pluripotenz selbst erneuern. Jedoch erfordert die Gewinnung dieser Zellen den Einsatz befruchteter humaner Eizellen. Der klinische Einsatz ist aufgrund bioethischer Gründe nur eingeschränkt möglich. Zudem müssen Immunsuppressiva verabreicht werden, da in der regenerativen Medizin beim Einsatz eines aus humanen embryonalen Stammzellen produzierten Transplantats die Gefahr der Abstoßung besteht.

Die genannten Nachteile des klinischen Einsatzes von Stammzellen treten beim Gebrauch von induziert pluripotenten Zellen (iPS) nicht auf. Solche iPS-Zellen entstehen durch Reprogrammierung von bereits differenzierten Zellen in undifferenzierte Zellen (Rückentwicklung), die sich ähnlich den embryonalen Stammzellen verhalten. Der genaue Mechanismus ist jedoch nicht bekannt. Im Jahre 2007 gelang die erste Herstellung von humanen iPS Zellen aus humanen Fibroblasten (Takahashi et al., Cell 131 (2007) 861-872).

Es bestehen verschiedene Methoden der Reprogrammierung. Viele Methoden, wie der Zellkern-Transfer oder die Zell-Transfusion, benötigen allerdings erneut den Einsatz von Eizellen.

Bei der direkten Programmierung, bei der typischerweise drei oder vier spezielle Transkriptionsfaktoren oder Mikro-RNS in die differenzierte Zelle eingeschleust werden, besteht dieser Nachteil nicht. Bislang ging man davon aus, dass die Transkriptionsfaktoren mindestens für eine Woche stabil vorliegen müssen. Daher wurden diese in die genomische DNA eines Retrovirus oder Lenti-Virus integriert und appliziert [Miyazaki et al., Jpn. J. Clin. Oncol. 42 (2012) 773-779]. An diese Pioniere der viralen Reprogrammierung von Zellen wurde 2012 der Nobelpreis für Medizin und Physiologie vergeben.

Neben der Möglichkeit, zunächst iPS-Zellen durch Reprogrammierung herzustellen und anschließend für die medizinische Nutzung gezielt zu differenzieren, besteht auch die Möglichkeit einer teilweisen Reprogrammierung. In diesem Fall entstehen keine pluripotenten iPS-Zellen, sondern entweder direkt die gewünschten differenzierten Zellen, z. B. wird aus einer Hautzelle eine Herzzelle, oder multipotente Zellen, die sich nur in bestimmte Zellen differenzieren können [Efe et.al., Nature Cell Biology 13 (2011) 215-222,; Vierbuchen et.al., Nature 463 (2010) 7284]. Üblicherweise werden auch hier Viren verwendet, jedoch reichen oft drei Transkriptionsfaktoren aus. Von der teilweisen Reprogrammierung erhofft man sich zudem die Vermeidung von unkontrollierten Effekten, wie z. B. der Generierung von Tumorgewebe und unvorhersehbare Zellmutationen.

Der klinische Einsatz humaner reprogrammierter Zellen ist durch den Einsatz von Viren begrenzt bzw. derzeit nicht möglich. Zudem besteht der Nachteil der geringen Umwandlungseffizienz, d. h. zu wenige vitale Zellen gegenüber dem Anteil letaler Zellen nach einer viral injizierten Transkription.

Ein weiterer Nachteil ist es, dass das Verfahren der Herstellung von iPS-Zellen, die als dreidimensionale Cluster (iPS colony) vorliegen, langwierig ist und bislang mindestens eine Woche dauert.

Aus den iPS-Zellen oder den teilweise reprogrammierten Zellen werden in aufwendigen Schritten unter In-vitro-Bedingungen gewünschte Transplantate hergestellt. Zudem könnten iPS-Zellen direkt in ein Targetgewebe durch Injektion deponiert werden. Bislang werden lediglich embryonale und adulte Stammzellen direkt in das geschädigte Targetgewebe gespritzt (z. B. in den Herzmuskel, Rückenmark). Man erhofft sich dadurch effiziente Umwandlungen in den gewünschten differenzierten Zelltyp, da die Umgebung bereits aus diesen Zellen besteht und geeignete Differenzierungsfaktoren bereitstellt. Eine Reprogrammierung von Zellen innerhalb eines Gewebes ist derzeit nicht möglich. Von besonders großem Interesse wäre außerdem eine Reprogrammierung in situ innerhalb des zu behandelnden Gewebes im Patienten. Neben der Anwendung in der regenerativen Medizin wäre insbesondere die Reprogrammierung von Tumorstammzellen im Körper des Patienten von größtem Interesse.

Es bestehen daher folgende Problemkreise:

1. a) der Einsatz von Viren schränkt eine klinische Nutzung ein,
2. b) die Effizienz der Gewinnung von reprogrammierten Zellen ist gering,
3. c) die Herstellung reprogrammierter Zellen ist insgesamt zu langwierig,
4. d) die Herstellung reprogrammierter Zellen in einem Gewebeverband ist nicht möglich,
5. e) die Reprogrammierung von Zellen in krankem Targetgewebe eines Patienten ist auf viralem Wege unmöglich.

Derzeit werden verschiedene Methoden erforscht, um eine direkte Reprogrammierung ohne den Einsatz von Viren zu ermöglichen. So wurde durch die sogenannte STAP-Methode (Stimulus-triggered acquisition of pluripotency) einer japanischen Arbeitsgruppe, die auf der Variation der Mikroumgebung basiert, eine Reprogrammierung von Hautzellen der Maus realisiert und in der renommierten Zeitschrift Nature publiziert [Obokata et al., Nature 505 (2014) 641-647]. Die Methode wurde jedoch bislang nicht von anderen Forschungsgruppen verifiziert. Sie wurde bislang nur in tierischen Zellen appliziert. Zudem starben eine Vielzahl von Zellen, da die Mikroumgebung in Form von transienten extremen pH-Gradienten modifiziert wurde. Eine Reprogrammierung von Zellen in einem Gewebeverband ist mit dieser Methode nicht vorgesehen.

Bislang erfolgt die Reprogrammierung von Zellen üblicherweise durch den Einsatz von Viren, die eine klinische Anwendung behindern. Die neue STAP-Methode ist bislang auf tierische Zellen beschränkt und mit einer hohen Mortalitätsrate verbunden. Zudem erfolgen bislang alle Reprogrammierungen mit geringer Effizienz und in aufwendigen langwierigen Präparationsschritten. Eine direkte Reprogrammierung in einem In-vitro-Gewebe oder direkt in vivo am Patienten ist bislang nicht möglich.

Die Aufgabe der Erfindung besteht deshalb darin, eine neue Möglichkeit zur direkten, effizienten und schnellen Zell-Reprogrammierung ohne den Einsatz von Viren und mit der Option einer direkten Reprogrammierung in vitalem Gewebe zu finden. Erfindungsgemäß wird die Aufgabe mit einem Verfahren zur Reprogrammierung von lebenden Zellen, bei dem ein Cocktail aus mindestens zwei Transkriptionsfaktoren und einer Mikro-RNS ins Innere mindestens einer Zelle eingeschleust wird, um diese in iPS-Zellen oder einen anderen Zelltyp umzuwandeln, mit den folgenden Schritten gelöst:

• Bereitstellen des Cocktails ohne viralen Träger in einer wässrigen Umgebung der mindestens einen zu reprogrammierenden Zelle,
• Bereitstellen einer Strahlungsquelle in Form eines Femtosekunden-Lasers mit einer Impulswiederholfrequenz im Bereich zwischen 50 MHz und 2 GHz, einer Wellenlänge im Bereich von 700 bis 1200 nm,
• Richten eines Laserstrahls des Femtosekunden-Lasers mittels eines Laser-Scanning-Mikroskops mit einer numerischen Apertur zwischen 0,9 und 1,5 auf eine Zellmembran einer ausgewählten Zelle zu einem Fokus in einer Probe mit der mindestens einen Zelle auf einem verfahrbaren Kreuztisch,
• Richten eines abgeschwächten, nicht destruktiven Laserstrahls des Femtosekunden-Lasers, der auch für optische Bearbeitung verwendet wird, zur Einrichtung und Beobachtung der mindestens einen ausgewählten Zelle zum Fokus des Laser-Scanning-Mikroskops mittels eines Scanners und
• Steuern der Position der mindestens einen Zelle zum Fokus, der Belichtungsdauer und der Laserleistung für die optische Bearbeitung, sodass der Fokus in Abhängigkeit von der Impulsfolgefrequenz mit einer Leistung zwischen 7 mW und 100 mW eine transiente kleinporige Öffnung mit einer Größe im Bereich von bis zu 500 nm innerhalb einer Zellmembran der Zelle erzeugt, um eine Diffusion des Cocktails zur multiplen Reprogrammierung der Zelle durch die Zellmembran ins Innere der Zelle zu ermöglichen, sodass eine virenfreie optische multiple Reprogrammierung erfolgt.

Vorzugsweise erfolgt die Bestrahlung zur Reprogrammierung durch einen Femtosekunden-Laser mit einer Frequenz zwischen 75 und 85 MHz und einer Zentralwellenlänge zwischen 700 und 900 nm mittels des Laser-Scanning-Mikroskops über ein Mikroskopobjektiv mit einer hohen numerischen Apertur zwischen 1,1 und 1,3. In einer bevorzugten Ausführung erfolgt die Bestrahlung zur Reprogrammierung mit einer Leistung zwischen 7 und 20 mW bei Impulslängen zwischen 5 und 20 fs und für eine Dauer zwischen 0,2 und 1 s.

Dabei ist es besonders zweckmäßig, die Bestrahlung zur Reprogrammierung mit einer Leistung zwischen 50 und 100 mW bei Impulslängen zwischen 100 und 200 fs und für eine Dauer zwischen 0,2 und 1 s durchzuführen.

Vorzugsweise werden zu reprogrammierende Zellen als Monolayer-Zellen auf einem Glassubstrat auf dem Kreuztisch bereitgestellt und mit dem virusfreien Cocktail in wässriger Lösung bedeckt, bevor die Bestrahlung zur Reprogrammierung beginnt.

In einer alternativen Variante des Verfahrens werden zu reprogrammierenden Zellen als wässrige Zellsuspension mit dem virusfreien Cocktail in einer mikrofluidischen Durchflusszelle durch eine Mikrokanüle geströmt.

Dabei erfolgt die Bestrahlung zur Reprogrammierung vorzugsweise mit einer Leistung zwischen 50 mW und 100 mW bei Verwendung eines in einem Besselstrahlmodus mit elongiertem Fokus geformten Laserstrahls, wobei der Laserstrahl einen elongierten Fokus über den gesamten Durchmesser der Mikrokanüle ausbildet und der Scanner des Laser-Scanning-Mikroskops orthogonal dazu einen Linienscan ausführt, um eine gesamte Querschnittsfläche der Mikrokanüle zu durchsetzen, und die Zellsuspension die Mikrokanüle mit einer Durchflussmenge von 135 bis 145 nl/s durchströmt.

Es ist dabei zweckmäßig, dass die Durchflusszelle in einem Kreislauf durchströmt wird, sodass die Zellsuspension aus zu programmierenden Zellen und dem virenfreien Cocktail die Mikrokanüle mehrfach (bis zu drei Wiederholungen) durchströmen kann, um mit dem gescannten elongierten Fokus die Trefferquote von zu reprogrammierenden Zellen zu erhöhen.

Vorteilhaft wird nach einer Diffusionszeit von mindestens fünf Sekunden nach Einwirkung der Bestrahlung der Plasmid-Cocktail um die reprogrammierten Zellen durch plasmidfreies Medium ausgetauscht und die Zellen werden im plasmidfreien Medium in einem Inkubator für mindestens zwei Tage bebrütet und gelagert.

Es erweist sich als zweckmäßig, wenn der Erfolg der optischen Reprogrammierung während der Lagerung im Inkubator mittels eines Fluoreszenzmikroskops durch Nachweis eines grün fluoreszierenden Proteins, das bei der Reprogrammierung während der transienten Öffnung der Zellmembran mit eingeschleust wurde, überwacht wird.

Vorteilhaft erfolgt mittels der optischen Bearbeitung eine optische multiple Reprogrammierung der mindestens einen Zelle in eine iPS-Zelle.

In einer weiteren vorteilhaften Ausführung kann mittels der optischen Bearbeitung der mindestens einen Zelle eine direkte optische Reprogrammierung durch Umwandlung eines Zelltypen in einen anderen Zelltypen erfolgen.

Desweiteren kann die optische Bearbeitung in einem Gewebe aus einem dreidimensionalen Zellverbund als Perforation durch Bohren von Kanälen mit bis zu 10 µm Durchmesser genutzt werden.

Die Aufgabe wird weiterhin bei einer Vorrichtung zur Reprogrammierung von lebenden Zellen, bei der ein Cocktail aus einer gewünschten Mikro-RNS und mindestens zwei Plasmiden als Transkriptionsfaktoren für die Reprogrammierung ins Innere mindestens einer zu reprogrammierenden Zelle eingeschleust wird, um diese in iPS-Zellen oder einen anderen Zelltyp umzuwandeln, dadurch gekennzeichnet, dass ein Femtosekunden-Laser zur Bestrahlung mit einer Frequenz zwischen 75 und 85 MHz und einer Zentralwellenlänge zwischen 750 und 900 nm vorhanden ist, um eine virenfreie optische Reprogrammierung durch gezielte Perforation einer Zellmembran zum Einschleusen des Cocktails ins Innere der mindestens einen zu reprogrammierenden Zelle zu erzeugen, und dass ein Laser-Scanning-Mikroskop, das mit dem Femtosekunden-Laser ausgestattet ist und ein Mikroskopobjektiv mit einer hohen numerischen Apertur zwischen 0,9 und 1,5 aufweist, vorhanden ist, zu dem die zu reprogrammierenden Zellen so einrichtbar sind, dass fortlaufend zu reprogrammierende Zellen zur Bestrahlung auswählbar sind, um eine Perforierung mit mindestens einer transienten kleinporigen Öffnung mit einer Größe im Bereich von bis zu 500 nm innerhalb einer Zellmembran der mindestens einen zu reprogrammierenden Zelle zu erreichen.

Vorzugsweise ist ein Kreuztisch vorhanden, mit dem die Positionierung von Monolayer-Zellen auf einem Glassubstrat zur Fokussierung eines Laserstrahls auf deren Zellmembran ausführbar ist.

Dabei ist der Femtosekunden-Laser zweckmäßig als fs-Laser mit einer Frequenz zwischen 75 und 85 MHz, einer Impulslänge zwischen 10 fs und 20 fs und einer Zentralwellenlänge zwischen 750 nm und 900 nm ausgebildet, der mittels des Mikroskopobjektivs mit einer hohen numerischen Apertur im Bereich von 1,1 bis 1,3 auf die Zellmembran mit einem Fokus im Submikrometerbereich bis zu 500 nm fokussierbar ist.

Besonders vorteilhaft weist der Kreuztisch eine mikrofluidische Durchflusszelle mit einer Mikrokanüle auf, die zur Durchströmung mit einer wässrigen Zellsuspension des Cocktails mit den zu reprogrammierenden Zellen vorgesehen ist.

Dabei ist der Femtosekunden-Laser vorzugsweise zur Aussendung eines Besselstrahls mit einem elongierten Fokus ausgebildet, wobei der Durchmesser der Mikrokanüle vollständig von einem mittels eines Scanners des Laser-Scanning-Mikroskops in einem Linienscan bewegten elongierten Fokus des Besselstrahls durchsetzt ist, sodass die zu reprogrammierenden Zellen den Fokus mit einer Strömungsgeschwindigkeit, die mit einer Durchflussmenge zwischen 135 und 145 nL/s bei einem Kanülendurchmesser von 100 µm erzeugt wird, durchqueren und während der Durchströmung getroffen werden.

Zweckmäßig ist nach der Durchflusszelle eine Zellkammer angeordnet, um die Zellsuspension aus reprogrammierten Zellen und Cocktail aufzufangen und den Cocktail durch ein plasmidfreies Medium zur Lagerung in einem Inkubator auszutauschen.

Die Erfindung basiert auf der Grundüberlegung, dass die Effizienz der Zell-Reprogrammierung entscheidend dadurch gesteigert werden kann, dass eine optische Reprogrammierung auf der Basis von ultrakurzen Laserpulsen zur Einschleusung der erforderlichen DNS-Plasmide und Mikro-RNS verwendet wird. Dabei wird eine transiente Änderung der Durchlässigkeit der Zellmembran erzeugt, indem diese durch fs-Laserimpulse perforiert wird und Transkriptionsfaktoren zur Reprogrammierung ins Innere der Zelle transportiert werden.

Für die erfindungsgemäße optische Zell-Reprogrammierung wird prinzipiell der Einsatz von ultrakurzen Laserimpulsen angewendet, wie er für laserbasierte dauerhafte Transfektion von DNS in lebende Zellen (gemäß US 7,892,837 B2) bekannt ist, wobei der Laser die Generierung von transienten Membranöffnungen bewirkt. Für diesen Zweck ist auch in der WO 2013/120960 A1 ein Durchfluss-Zytometer zur Femtosekunden-Laser-Perforation von Zellen beschrieben worden. Bislang wurde jedoch nur jeweils ein Gen mittels Lasereinwirkung eingeschleust, in der Regel ein Plasmid, das eine grüne Fluoreszenz hervorruft (sog. GFP-Protein). Die Reprogrammierung erfordert aber das Einschleusen multipler Gene bzw. Reprogrammierungsfaktoren (für die Herstellung von iPS-Zellen üblicherweise vier). Dafür ist die Verwendung von Lasern anstelle der problembehafteten viralen Reprogrammierung von Zellen ein völlig neuer Weg, der als "sterile optische Reprogrammierung" auch in räumlichen Zellverbänden und potenziell im menschlichen Körper risikoarme Reprogrammierungen von Zellen gestattet.

Eigene Vorarbeiten haben gezeigt, dass eine optische direkte, virenfreie Reprogrammierung, insbesondere die Herstellung humaner iPS-Zellen aus humanen Fibroblasten unter Verwendung von Femtosekunden-Lasern möglich ist. Dazu wurden die humanen Zellen in ein Medium, das die vier Transkriptionsfaktoren: Oct4, Nanog, Lin28 Sox2, sowie ein GFP-Plasmid (grünes fluoreszierendes Protein als Marker) enthielt, gegeben und mit zwölf Femtosekunden-Impulsen eines 85 MHz-Titan:Saphir-Lasers für wenige Millisekunden (50-100 ms) bestrahlt. Erstaunlicherweise reicht mitunter ein einzelner Beschuss der Zellen in einem speziellen Durchflusszytometer aus, mehrere iPS-Kolonien zu erzeugen, die infolge des zusätzlichen Einschleusens des GFP-Plasmids grün aufleuchteten. Interessanterweise erfolgte die Generation der iPS-Zell-Cluster (embryoic bodies) bereits nach 3-5 Tagen und damit wesentlich früher als bei viraler direkter Reprogrammierung. Überraschend ist neben der erreichbaren Schnelligkeit zudem die hohe Effizienz der optischen Reprogrammierung gegenüber der viralen Methode. So können einerseits iPS-Zellen hergestellt werden oder andererseits eine direkte Umwandlung eines Zelltypen in einen anderen Zelltypen, d.h. die sogenannte direkte Reprogrammierung, erfolgen, wie es im Stand der Technik bisher nur teilweise gelungen ist (siehe z. B. Efe et.al., Vierbuchen et.al. jeweils a.a.O., Szabo et al.: Direct conversion of human fibroblasts to multilieage blood progenitors, in: Nature 485 (2012) 585 oder Kim: Converting human skin cells to neurons: a new tool to study and treat brain disorders?, in: Cell Stem Cell 9 (2011) 179).

Prinzipiell kann das Lasersystem zur optischen Reprogrammierung auch direkt in dreidimensionalen Zellverbänden eingesetzt werden. Dazu müssen Transkriptionsfaktoren in die Mikroumgebung eingebracht werden. Dies kann z.B. durch eine mechanische Injektion erfolgen oder durch die erfindungsgemäße optische Herstellung von definierten Mikrokanälen von der Oberfläche des Gewebes zum Zielort im Gewebe mittels eines Femtosekundenlaser-Systems. Das Femtosekundenlaser-System soll dann auch genutzt werden, um die erforderlichen Membranporen zur Einschleusung der Transkriptionsfaktoren von der Mikroumgebung in die Zelle herzustellen. Dadurch kann Targetgewebe örtlich gezielt umprogrammiert werden. Dies erfolgt üblicherweise außerhalb des menschlichen Körpers, z.B. im Rahmen eines sog. Tissue Engineering. Prinzipiell kann das erfindungsgemäße Verfahren aber auch am Patienten eingesetzt werden.

Bisher medizinisch zugelassenen Femtosekunden-Lasersysteme, wie Multiphotonen-Tomographen für die Hautanalyse und Systeme für die Behandlung von Augenfehlsichtigkeit sind nicht geeignet, eine optische Reprogrammierung im Gewebe eines Patienten zu ermöglichen. Bei Tomographen sind die typischen 80 MHz-Laserimpulse mit einer Länge von 100 fs bis 200 fs und mittlerer Leistung von typischerweise 15 mW bei üblichen Strahlverweildauern von weniger als 100 µs lediglich geeignet, um durch Zwei-Photonen-Fluoreszenz oder Frequenzverdoppelung (sog. SHG - Second Harmonic Generation) ausschließlich visuelle Bilddarstellung des Gewebes zu erzeugen. Dagegen beruhen Femtosekundenlaser für die Behandlung der Fehlsichtigkeit auf destruktiven, sogenannten photodisruptiven Effekten mittels energiereicher Femtosekunden-Laserimpulse im kHz-Bereich, wodurch plasmagefüllte Blasen und Schockwellen erzeugt werden, die Gewebestrukturen einschließlich des stabilen Kollagen-Netzwerks und ganzer Zellen zerstören. Dabei ist eine gezielte Einwirkung auf einzelne Zellen, um eine Bohrung eines transienten Kanals in die Membran der Zelle vorzunehmen, ohne diese irreversibel zu schädigen, definitiv nicht möglich.

Mit der erfindungsgemäßen optischen, virenfreien, vollständigen oder teilweisen Reprogrammierung von Zellen eröffnen sich vollkommen neue Therapie-Möglichkeiten, insbesondere auf dem Gebiet der regenerativen Medizin (z.B. der Herstellung von Transplantatgewebe) und der Behandlung von Krebserkrankungen.

Die Erfindung wird nachfolgend anhand von Ausführungsbeispielen und Abbildungen näher erläutert. Dabei zeigen:

Fig. 1:

eine schematische Darstellung einer erfindungsgemäßen Anordnung zur Durchführung des Verfahrens;

Fig. 2:

eine schematische Darstellung einer ersten Ausführungsform einer erfindungsgemäßen Vorrichtung zur Bearbeitung eines Monolayer-Zellverbunds;

Fig. 3:

eine schematische Darstellung einer zweiten Ausführungsform einer erfindungsgemäßen Vorrichtung mit einer Fließzellen-Einrichtung, inklusive einer möglichen Mehrfachbearbeitung der durchfließenden Zellen;

Fig. 4:

eine vergrößerte Detaildarstellung der Durchflusszelle gemäße Fig. 3 mit einer Darstellung eines gescannten Laserstrahls in Form eines Besselstrahls mit elongiertem Fokus.

Der grundsätzliche Aufbau einer erfindungsgemäßen Vorrichtung gemäß Fig. 1 umfasst eine Strahlungsquelle 1, ein Laser-Scanning-Mikroskop 2 und eine Steuereinheit 3. Das Laser-Scanning-Mikroskop 2 verfügt über einen Kreuztisch 27, auf dem eine Probe 5 aufgenommen und in einer horizontalen x- und y-Richtung bewegt werden kann. Zur Beobachtung der Probe 5 durch ein Mikroskopobjektiv 25 verfügt das Laser-Scanning-Mikroskop 2 über eine Beleuchtung 28 und eine Videokamera 29. Die Bewegung des Kreuztisches 27 erfolgt durch einen Kreuztischantrieb 26. Die Bewegung des Mikroskopobjektivs 25 zur Fokussierung in einer vertikalen z-Richtung erfolgt mit einem Fokussierantrieb 24. Der Kreuztischantrieb 26 und der Fokussierantrieb 24 sind mit der Steuereinheit 3 verbunden.

Mit der Strahlungsquelle 1 wird ein gepulster Laserstrahl 16, mit dem im Fokus des Laser-Scanning-Mikroskops 2 Impulslängen im Bereich von 5 - 250 fs, bevorzugt im Bereich zwischen 5 - 200 fs, besonders bevorzugt zwischen 5 und 30 fs, und hoher Impulsfolgefrequenz im Bereich von 50 MHz bis 2 GHz, bevorzugt im Bereich zwischen 70 - 1000 MHz, bereitgestellt. In einer besonders bevorzugten Variante weist der Laserstrahl 16 Impulslängen von 10 - 20 fs und eine Impulsfolgefrequenz zwischen 75 und 85 MHz auf.

Mit dem Laserstrahl 16 werden Zellmembranen von in der Probe 5 befindlichen Zellen transient perforiert. Im Verlauf des Strahlengangs wird dazu der Laserstrahl 16 mittels eines Scanners 21 ausgelenkt und nach Durchlauf einer Strahlaufweitung 22 über einen Strahlteiler 23 in Richtung der Probe 5 gelenkt, wo er durch das Mikroskopobjektiv 25 mit sehr hoher numerischer Apertur zwischen 0,9 und 1,5, bevorzugt zwischen 1,1 und 1,3, in die Probe 5 fokussiert wird. Mit dem Scanner 21 wird der fokussierte Laserstrahl 16 über einen bestimmten Bereich der Probe 5 bewegt, sodass die Anzahl der mit dem fokussierten Laserstrahl 16 getroffenen Zellen erhöht werden kann. Der Strahlteiler 23 ermöglicht die Beobachtung der Probe 5 während der Verwendung des Laserstrahls 16. Die zeitliche und energetische Kontrolle des Laserstrahls 16 erfolgt ebenfalls mit der Steuereinheit 3.

Der Laserstrahl 16 wird gesteuert mit einem Shutter 12 zur zeitlichen Begrenzung der Lasereinwirkung an der Zellmembran bzw. für die Bohrung von Kanälen in einem Zellverbund (nachfolgend: Gewebe) und einer Steuereinheit 3 zur Leistungsumschaltung zwischen einem nichtdestruktiven Strahlungsmodus des Laserstrahls 16 zur Einstellung sowie Beobachtung der Zellen und einem Perforationsmodus zur transienten kleinporigen Öffnung der Zellmembran (Porengröße 10 nm bis 500 nm) zum Zwecke des Transfers (kurzzeitige Diffusion) von Mikro-RNS sowie Transkriptionsfaktoren (in Form von Plasmiden, episomal vectors, transposon). Zur Erreichung derart kleinporiger Öffnungen in der Zellmembran wird der Laserstrahl 16 vor Eintritt in das Laser-Scanning-Mikroskop 2 durch eine Strahlformungseinheit, die einen Dispersionskompensator 13, vorzugsweise in Form von gechirpten Spiegeln, ein Axikon 14 zur Erzeugung eines koaxialen Beleuchtungsringes und eine Periskopoptik 15 - wie beispielhaft in Fig. 2 dargestellt - enthalten kann, in seiner Lichtverteilung beeinflusst. Außerdem wird er durch eine Abschwächungseinheit 17 zur Steuerung der Ausgangsleistung des Lasers beeinflusst. Alle diese Einheiten verbessern die Homogenität bzw. die radiale Intensitätsverteilung in Richtung einer Anhebung der Randintensität des anfänglichen Gauß-Bündels für eine stärkere Fokussierung des Laserstrahls 16 im Zielvolumen der Probe 5 sowie seine Ausgangsleistung für den Betrachtungsmodus und für den Perforationsmodus.

Ausführungsbeispiel 1

In einem ersten Ausführungsbeispiel wurden in einem Vorratsbehälter 4 humane Hautzellen der Firma LONZA (#CC-2511) als Monolayer-Zellen 51 angezüchtet. Für die Reprogrammierung der Zellen erfolgt die Zugabe einer die Monolayer-Zellen 51 bedeckenden Lösung in den Vorratsbehälter 4. Die Lösung enthält eine Plasmidmischung der Firma SBI (System Biosciences pMC-LGNSO MiniCircle DANN, #SRM100A-1) mit den Plasmiden Oct4, Lin28, Nanog, Sox2+GFP in einer Konzentration von 5-10 µg/ml.

Es wurden in einem Vorratsbehälter 4 mit einem Glasboden von 160 µm Dicke, die von den zu bearbeitenden Zellen einen Arbeitsabstand von 170 µm herstellt, humane Hautzellen der Firma Lonza (#CC-2511) als Monolayer-Zellen 51 angezüchtet. Den Monolayer-Zellen 51 wurde als Lösung eine Suspension in Form eines Plasmidcocktails der Firma SBI (System Biosciences), pMC-LGNSO MiniCircle DNA, #SRM100A-1, enthaltend die Plasmiden Oct 4, Lin 28, Nanog, Sox2 +GFP in einer Konzentration von 5-10 µg/ml, zugegeben, um den Schritt der Reprogrammierung biochemisch zu ermöglichen. Die Dicke des Glasbodens des Vorratsbehälters 4 entspricht ca. dem 40-fachen der numerischen Apertur des Mikroskopobjektivs 25, das in diesem Fall eine numerische Apertur von 1,3 aufwies.

Die so präparierten Zellen werden dann mittels eines Laser-Scanning-Mikroskops 2 der Bestrahlung eines Femtosekunden-Lasers 11 (10 fs, 85 MHz, Zentralwellenlänge 800 nm) mittels eines Mikroskopobjektivs 25 mit einer hohen numerischen Apertur von 1,3 ausgesetzt.

Prinzipiell kann der Femtosekunden-Laser 11 bevorzugt eine Impulsfolgefrequenz zwischen 80-85 MHz und Impulslängen zwischen 10-250 fs im Fokus aufweisen und kann mit Wellenlängen im Bereich zwischen 700 und 1200 nm verwenden. Wenn im Fokus des Laserstrahls 16 eine Impulslänge von 100 bis 200 fs verwendet wird, ist eine mittlere Leistung von 50-100 mW, bei Impulslängen zwischen 10 und 20 fs jedoch nur eine mittlere Leistung zwischen 7 und 15 mW einzustellen, um bei der Perforation der Zellmembran die einzelne Zelle nicht mortal zu schädigen.

Zum Auffinden einer geeigneten Membranposition einer ausgewählten Zelle wird ein motorisierter Kreuztisch 27 so verfahren, dass der Fokus des abgeschwächten, nichtdestruktiv wirkenden Laserstrahls 16 auf der Zellmembran positioniert wird.

Der abgeschwächte, nichtdestruktive Laserstrahl 16', der allein für die Bildgebung mittels Videokamera 29 erforderlich ist, wird dabei mit einer Leistung unter 5 mW betrieben.

Danach wird die mittlere Leistung des Laserstrahls 16 auf ca. 10-15 mW erhöht und die Membran für 50-100 ms bestrahlt. Dabei ist es auch möglich, eine einzelne Zelle an bis zu drei Positionen durch je eine Einzelbelichtung zu perforieren.

Die destruktive Wirkung durch Bohren einer transienten Öffnung mit einem Durchmesser im Bereich von 10 - 500 nm wird durch die Entstehung einer plasmagefüllten Kavitationsblase erreicht. Sie entsteht durch blitzartige Verdampfung des im Fokus befindlichen Volumens der Zellmembran und wird mittels Videokamera 29 registriert. Die maximal 5 µm große Kavitationsblase verschwand bei eigenen Experimenten nach ca. 5 Sekunden. In dieser Zeit konnte der Plasmidcocktail in die Zelle diffundieren.

Nach der Bestrahlung wird das Medium des Cocktails durch ein plasmidfreies Medium ausgewechselt und die Zellen im Inkubator 7 bei einer Gasatmosphäre aus 5% CO₂/95% Luft und bei 37°C gelagert. Die Aufnahme der Plasmide in die Zell-DNS kann anhand der Bildung des zugefügten grün fluoreszierenden GFP-Proteins (GFP - green fluorescence protein) mittels eines Fluoreszenzmikroskop nachgewiesen werden. Üblicherweise tritt die Grünfluoreszenz innerhalb von 12-36 Stunden nach Abschluss der Laserbestrahlung auf. Innerhalb der folgenden fünf Tage entstehen dreidimensionale grün fluoreszierende Zellcluster, deren Morphologie denen von viral erzeugten Zell-Clustern (embloic bodies) entspricht.

Ausführungsbeispiel 2

Humane Hautzellen der Firma Lonze (#CC-2511) werden in einer Zellsuspension 52, die einen Plasmid-Cocktail der Firma SBI (System Biosciences), pMC-LGNSO MiniCircle DNA, #SRM100A-1, den Plasmiden Oct 4, Lin 28, Nanog, Sox2 +GFP enthält (3-4x höhere Konzentration als bei der Anwendung auf die Monolayer-Zellen 51 aus Beispiel 1), in einen Behälter einer Dosiereinrichtung 6 gefüllt.

Bei einer in Fig. 2 dargestellten Vorrichtung wird die Zellsuspension 52 aus der Dosiereinrichtung 6, die eine herkömmliche Spritze mit einem linearen Kolbenvorschub sein kann, mittels einer Zuleitung 41 einer Durchflusszelle 42 zugeführt. Die Durchflusszelle 42 enthält eine Mikrokanüle 45, die in diesem Beispiel einen Innendurchmesser von 100 µm aufweist und in der die Hautzellen nahezu vereinzelt werden, gestattet es der Zellsuspension 52, mit einer typischen Strömungsgeschwindigkeit von 18 µm/ms und einer Durchflussmenge von 139 nL/s durch die Mikrokanüle 45 hindurch zu strömen.

Ein Laserstrahl 16 des Femtosekunden-Lasers 11, dessen Strahlprofil mittels der Strahlformungseinheit in einen Quasi-Besselstrahl geformt wird, wobei die Strahlformungseinheit aus dem Dispersionskompensator 13, dem Axikon 14 und der Periskopoptik 15 besteht, weist nach dem Durchlaufen der Mikroskopoptik 25 eines Laser-Scanning-Mikroskops 2 einen elongierten Fokus über den gesamten Durchmesser der Mikrokanüle 45 auf und wird mit einer Folgefrequenz von 80 MHz permanent senkrecht zur Richtung der Mikrokanüle 45 eingestrahlt und dabei mittels des Scanners 21 orthogonal dazu in einem Linienscan mit 7-30 ms pro Linie bewegt, sodass er eine innere Querschnittsfläche der Mikrokanüle 45 permanent praktisch flächig durchsetzt und dadurch einen Großteil der zu reprogrammierenden Zellen (z. B. menschliche Hautzellen) innerhalb Mikrokanüle 45 der Durchflusszelle 42 perforiert. Die maximale mittlere Leistung des Laserstrahls 16 beträgt 135 mW in einem Quasi-Besselstrahl-Modus (bei Nutzung eines 10x, 0,13 NA Objektivs zur Fokussierung der Laserimpulse über die gesamte innere Querschnittsfläche der Mikrokanüle 45).

Fig. 4 zeigt zur Veranschaulichung der permanenten Durchsetzung der Mikrokanüle 45 mit dem gescannten elongierten Laserfokus bei durchströmender Zellsuspension 52 eine schematische Darstellung eine Schnittdarstellung der Mikrokanüle 45 in der Ebene A - A, wobei das Mikroskopobjektiv 52 (nicht gezeichnet) in dieser Darstellung von oben auf die Ebene A - A gerichtet ist. Der elongierte Fokus erstreckt sich senkrecht zur Zeichenebene und deckt den inneren Durchmesser der Mikrokanüle 45 in der Tiefe (in Z-Richtung ab). Die Y-Richtung wird durch den vom Scanner 21 des Laser-Scanning-Mikroskops 2 in der Vertikalen der Zeichnungsebene überstrichen und führt zu einer permanenten quasi-flächigen Ausbildung des Fokus über die gesamte innere Querschnittsfläche der Mikrokanüle 45. Dadurch wird bei fließender Zellsuspension 52 bereits eine hohe Effizienz der optischen Reprogrammierung durch laufende Perforierung der vorbeiströmenden Zellen erreicht.

Alle übrigen Einstellungen und Abläufe der Laserbestrahlung erfolgen in der gleichen Weise wie im Beispiel 1.

Die Zellen werden anschließend über eine Ableitung 43 aus der Mikrokanüle 45 über eine Ableitung 43 in eine standardisierte Zellkammer 44 abgeleitet und dort aufgefangen, dann gewaschen in einem Wachstumsmedium (growth medium) und mit dem Wachstumsmedium im Inkubator 7 bei 5%CO₂/95% Luft bei 37°C bebrütet/gelagert. Danach werden die infolge erfolgreicher Transfektion grün fluoreszierenden Zellen mittels Fluoreszenzmikroskop erfasst und durch Zentrifugieren abgetrennt, nachdem die übliche Zeitdauer von zwei bis fünf Tagen verstrichen ist.

In einer modifizierten Vorrichtung gemäß Fig. 3, in der gegenüber Fig. 2 lediglich der Aufbau der der Durchflusszelle 42 abgewandelt ist, wird eine mehrfache Durchströmung der Mikrokanüle 45 mit der Zellsuspension 52 realisiert. Dazu wird ein Kreislaufsystem 46 aus Schläuchen an die Mikrokanüle 45 angeschlossen in dem eine Pumpe eingebaut ist, um das bereits einmal bestrahlte Zellsuspension 52 zwei- bis dreimal wiederholt durch die Mikrokanüle 45 zu strömen. Dadurch kann eine höhere Effizienz der Ausbeute an optisch multiple reprogrammierten Zellen erreicht werden. Da eine Zelle an ihrer Zellmembran auch mehrfach perforiert werden kann, ohne dass die Zelle mortal geschädigt wird, stellt auch eine mehrfach nacheinander erfolgende Perforation keine zusätzliche Gefährdung der zu reprogrammierenden Zellen dar. Alle übrigen Maßnahmen und Abläufe erfolgen in gleicher Weise wie zu Fig. 2 beschrieben.

Bezugszeichenliste

1

Strahlungsquelle

11

Femtosekunden-Laser

12

Shutter

13

Dispersionskompensator (gechirpte Spiegel)

14

Axikon

15

Periskopoptik

16

Laserstrahl

16'

abgeschwächter Laserstrahl

17

Abschwächungseinheit

2

Laser-Scanning-Mikroskop

21

Scanner

22

Strahlaufweitung

23

Strahlteiler

24

Fokussierantrieb (z-Richtung)

25

Mikroskopobjektiv

26

Kreuztischantrieb (x-y-Richtung)

27

Kreuztisch

28

Beleuchtung

29

Videokamera

3

Steuereinheit

4

Vorratsbehälter

41

Zuleitung

42

Durchflusszelle

43

Ableitung

44

Zellkammer

45

Mikrokanüle

46

Kreislaufsystem

5

Probe

51

Monolayer-Zellen

52

Zellsuspension

6

Dosiereinrichtung

7

Inkubator