1.一种对干细胞损伤小的干细胞采集方法，其特征在于，包括以下步骤：
S1：从骨髓或脐带血中采集含干细胞的生物样本，并通过低速离心进行物理分离；
S2：将S1中所得样本置于特制的缓冲液中，处理生物样本，以分离干细胞；
S3：应用温度控制的离心过程，通过逐渐增加温度的方法，优化干细胞的收集效率；
S4：采用差速沉降法，将干细胞与其他细胞类型进行分离；
S5：将S4中分离出的干细胞转移到含有特定营养因子和生长因子的微环境中，以促进其增殖和成熟；
S6：在培养环境中应用低强度脉冲电场技术，来增强干细胞的生物活性和增殖能力；
S7：采用细胞生物标记物和高分辨率显微成像技术，实时监控干细胞的质量和数量，进行有效收集。
2.根据权利要求1所述的一种对干细胞损伤小的干细胞采集方法，其特征在于，所述S1中通过低速离心进行物理分离具体包括：
S11：将所收集的骨髓样本或脐带血样本转移到无菌容器中，样本提取的体积量为5‑10毫升，并添加等体积的抗凝剂，以防止血液凝固；
S12：在无菌条件下，将含有样本的容器置于离心机中，并设置离心速度为200‑250g，离心时间为10‑15分钟；
S13：完成离心后，移除上层的血浆和中间层的白细胞，保留含有干细胞的底层沉淀物。
3.根据权利要求2所述的一种对干细胞损伤小的干细胞采集方法，其特征在于，所述S2具体包括：
S21：将S1步骤中得到的含有干细胞的底层沉淀物转移至一个新的无菌容器中；
S22：向无菌容器中加入特制的缓冲液，该缓冲液由等体积的磷酸盐缓冲生理盐水和非酶性细胞分离溶液组成，所述非酶性细胞分离溶液的浓度为0.1‑0.5％，理盐水的pH值为
7.4；
S23：在室温下轻轻摇晃混合物5‑10分钟，使干细胞从沉淀物中释放并均匀分散于缓冲液中；
S24：经过轻轻摇晃后，先让混合物静置5分钟，使更重的非干细胞成分沉降至容器底部，然后收集上层液体，该上层液体包含分离的干细胞。
4.根据权利要求3所述的一种对干细胞损伤小的干细胞采集方法，其特征在于，所述S3具体包括：
S31：将S24中收集的上层液体转移到新的无菌容器中，并在温度控制的离心机中进行离心处理，初始设置离心机的温度为4℃；
S33：启动离心过程，并逐渐增加离心机的温度，在前5分钟内，将温度从4℃逐渐提升至
10℃，最后的5分钟，将温度从10℃提升至室温；
S34：在整个离心过程中，保持离心速度恒定在300g，总离心时间控制在10‑15分钟；
S35：离心完成后，移除上层液体，以收集沉淀在容器底部的干细胞。
5.根据权利要求4所述的一种对干细胞损伤小的干细胞采集方法，其特征在于，所述S4具体包括：
S41：将S35中收集的干细胞沉淀物转移到新的无菌容器中；
S42：向容器中加入聚糖溶液的分离介质，该聚糖溶液的比重为1.077g/mL，并轻轻摇动容器，使干细胞沉淀物均匀分散于分离介质中；
S43：在无菌条件下，将容器置于离心机中，并设置离心速度为400‑500g，离心时间为
20‑30分钟；
S45：离心完成后，从容器中移除不同密度层，并收集含有干细胞的层。
6.根据权利要求5所述的一种对干细胞损伤小的干细胞采集方法，其特征在于，所述S5具体包括：
S51：将S45中收集的干细胞的层转移到无菌的培养容器中；
S52：向培养容器中加入预先配制的培养基，该培养基包括10‑20％胎牛血清，以及1‑
10ng/mL的人类成纤维细胞生长因子和表皮生长因子；
S53：调节培养环境的条件，包括设定温度为37℃，二氧化碳浓度维持在5％，以及湿度控制在95％；
S54：定期更换培养基，每48‑72小时更换一次。
7.根据权利要求6所述的一种对干细胞损伤小的干细胞采集方法，其特征在于，所述S6中应用低强度脉冲电场技术包括：
S61：将培养的干细胞置于电场装置中；
S62：调节装置以产生低强度脉冲电场，具体设置电场强度为1‑5V/cm，脉冲频率为1Hz‑
10Hz；
S63：将干细胞在S62的电场环境中暴露10‑30分钟。
8.根据权利要求7所述的一种对干细胞损伤小的干细胞采集方法，其特征在于，所述S7具体包括：
S71：在干细胞培养过程中，每24‑48小时向培养基中加入细胞生物标记物，该标记物为荧光染料或抗体；
S72：使用荧光显微镜或共聚焦显微镜，观察并捕捉干细胞的图像；
S73：应用图像分析软件，自动化地分析捕捉到的图像，以量化干细胞的数量、大小、形态以及标记物的表达水平，并根据图像分析结果和细胞标记物的表达，评估干细胞的质量和增殖状态。